Благодарим вас за посещение сайта Nature.com. Версия вашего браузера имеет ограниченную поддержку CSS. Для достижения наилучших результатов мы рекомендуем использовать более новую версию браузера (или отключить режим совместимости в Internet Explorer). В настоящее время, для обеспечения дальнейшей поддержки, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Создание животных моделей модификаций (МК) является важной основой для изучения МК. Пятьдесят четыре новозеландских белых кролика были разделены на группу ложной операции, группу имплантации мышц (группа МК) и группу имплантации пульпозного ядра (группа ПЯ). В группе ПЯ межпозвоночный диск обнажали переднебоковым поясничным хирургическим доступом, и иглой прокалывали тело позвонка L5 вблизи замыкающей пластинки. Пульпозное ядро извлекали из межпозвоночного диска L1/2 с помощью шприца и вводили в него. Затем сверлили отверстие в субхондральной кости. Хирургические процедуры и методы сверления в группе имплантации мышц и группе ложной операции были такими же, как и в группе имплантации пульпозного ядра. В группе МК в отверстие помещали кусочек мышцы, тогда как в группе ложной операции в отверстие ничего не помещали. После операции проводили МРТ-сканирование и молекулярно-биологические исследования. Сигнал в группе NPE изменился, но в группе ложной операции и группе ME явных изменений сигнала не наблюдалось. Гистологическое исследование показало, что в месте имплантации наблюдалась аномальная пролиферация тканей, а в группе NPE увеличилась экспрессия IL-4, IL-17 и IFN-γ. Имплантация NP в субхондральную кость позволяет создать животную модель MC.
Изменения Модика (ИМ) — это поражения замыкающих пластинок позвонков и прилегающего костного мозга, видимые на магнитно-резонансной томографии (МРТ). Они довольно часто встречаются у лиц с сопутствующими симптомами1. Многие исследования подчеркивают важность ИМ из-за их связи с болью в пояснице (БП)2,3. Де Роос и др.4 и Модик и др.5 независимо друг от друга впервые описали три различных типа субхондральных изменений сигнала в костном мозге позвонков. Изменения Модика I типа гипоинтенсивны на Т1-взвешенных (Т1В) последовательностях и гиперинтенсивны на Т2-взвешенных (Т2В) последовательностях. Это поражение выявляет щелевидные замыкающие пластинки и прилегающую сосудистую грануляционную ткань в костном мозге. Изменения Модика II типа показывают высокий сигнал как на Т1В, так и на Т2В последовательностях. При этом типе поражения может наблюдаться разрушение замыкающих пластинок, а также гистологическое жировое замещение прилегающего костного мозга. Изменения Модика III типа показывают низкий сигнал на Т1В и Т2В последовательностях. Были обнаружены склеротические поражения, соответствующие замыкающим пластинкам6. МС считается патологическим заболеванием позвоночника и тесно связан со многими дегенеративными заболеваниями позвоночника7,8,9.
С учетом имеющихся данных, несколько исследований предоставили подробную информацию об этиологии и патологических механизмах МЦ. Альберт и др. предположили, что МЦ может быть вызван грыжей диска8. Ху и др. связали МЦ с тяжелой дегенерацией диска10. Крок предложил концепцию «внутреннего разрыва диска», согласно которой повторяющиеся травмы диска могут приводить к микроразрывам в замыкающей пластинке. После образования щели разрушение замыкающей пластинки пульпозным ядром (ПЯ) может спровоцировать аутоиммунный ответ, который в дальнейшем приводит к развитию МЦ11. Ма и др. придерживались аналогичной точки зрения и сообщили, что аутоиммунитет, вызванный ПЯ, играет ключевую роль в патогенезе МЦ12.
Клетки иммунной системы, особенно CD4+ Т-хелперные лимфоциты, играют критическую роль в патогенезе аутоиммунных заболеваний13. Недавно обнаруженная субпопуляция Th17 продуцирует провоспалительный цитокин IL-17, способствует экспрессии хемокинов и стимулирует Т-клетки в поврежденных органах к выработке IFN-γ14. Клетки Th2 также играют уникальную роль в патогенезе иммунных ответов. Экспрессия IL-4 как представительной клетки Th2 может привести к серьезным иммунопатологическим последствиям15.
Несмотря на то, что было проведено множество клинических исследований МК16,17,18,19,20,21,22,23,24, до сих пор отсутствует подходящая экспериментальная модель на животных, которая могла бы имитировать процесс МК, часто встречающийся у людей, и могла бы использоваться для исследования этиологии или новых методов лечения, таких как таргетная терапия. На сегодняшний день было опубликовано лишь несколько моделей МК на животных для изучения лежащих в основе патологических механизмов.
Основываясь на аутоиммунной теории, предложенной Альбертом и Ма, в данном исследовании была создана простая и воспроизводимая модель МК у кроликов путем аутотрансплантации пульпозного ядра вблизи просверленной замыкающей пластинки позвонка. Другие цели исследования заключаются в наблюдении за гистологическими характеристиками животных моделей и оценке специфических механизмов действия пульпозного ядра в развитии МК. Для этого мы использовали такие методы, как молекулярная биология, МРТ и гистологические исследования, для изучения прогрессирования МК.
Два кролика умерли от кровотечения во время операции, а четыре — во время анестезии при проведении МРТ. Остальные 48 кроликов выжили и после операции не проявляли никаких поведенческих или неврологических признаков.
МРТ показывает, что интенсивность сигнала имплантированной ткани в разных отверстиях различается. Интенсивность сигнала тела позвонка L5 в группе NPE постепенно изменялась через 12, 16 и 20 недель после имплантации (последовательность T1W показывала низкий сигнал, а последовательность T2W — смешанный сигнал плюс низкий сигнал) (рис. 1C), в то время как МРТ-изображения двух других групп имплантированных частей оставались относительно стабильными в течение того же периода (рис. 1A, B).
(A) Репрезентативные последовательные МРТ поясничного отдела позвоночника кролика в 3 временных точках. На изображениях группы ложной операции аномалий сигнала обнаружено не было. (B) Характеристики сигнала тела позвонка в группе ME аналогичны характеристикам в группе ложной операции, и со временем не наблюдается значительных изменений сигнала в месте имплантации. (C) В группе NPE низкий сигнал четко виден в последовательности T1W, а смешанный сигнал и низкий сигнал четко видны в последовательности T2W. В период с 12-й по 20-ю неделю спорадические высокие сигналы, окружающие низкие сигналы в последовательности T2W, уменьшаются.
В группе NPE в месте имплантации в теле позвонка наблюдается явная гиперплазия костной ткани, которая развивается быстрее, с 12 по 20 неделю (рис. 2C), по сравнению с группой NPE, где в моделируемых телах позвонков не наблюдается значительных изменений; в группе Sham и группе ME (рис. 2C) 2A,B).
(A) Поверхность тела позвонка в месте имплантации очень гладкая, отверстие хорошо заживает, и в теле позвонка отсутствует гиперплазия. (B) Форма места имплантации в группе ME аналогична форме в группе ложной операции, и со временем не наблюдается явных изменений во внешнем виде места имплантации. (C) В группе NPE в месте имплантации наблюдалась костная гиперплазия. Костная гиперплазия быстро увеличивалась и даже распространялась через межпозвоночный диск на противоположное тело позвонка.
Гистологический анализ предоставляет более подробную информацию о формировании костной ткани. На рисунке 3 представлены фотографии послеоперационных срезов, окрашенных гематоксилином и эозином. В группе ложной операции хондроциты были хорошо расположены, и пролиферации клеток не наблюдалось (рис. 3А). Ситуация в группе ME была аналогична ситуации в группе ложной операции (рис. 3B). Однако в группе NPE в месте имплантации наблюдалось большое количество хондроцитов и пролиферация клеток, подобных NP (рис. 3C);
(A) Вблизи замыкательной пластинки видны трабекулы, хондроциты аккуратно расположены, имеют одинаковый размер и форму, пролиферация отсутствует (в 40 раз). (B) Состояние места имплантации в группе ME аналогично состоянию в контрольной группе. Видны трабекулы и хондроциты, но явной пролиферации в месте имплантации нет (в 40 раз). (B) Видно, что хондроциты и клетки, подобные NP, значительно пролиферируют, при этом форма и размер хондроцитов неравномерны (в 40 раз).
Экспрессия мРНК интерлейкина 4 (IL-4), интерлейкина 17 (IL-17) и интерферона γ (IFN-γ) наблюдалась как в группе NPE, так и в группе ME. При сравнении уровней экспрессии целевых генов было обнаружено, что экспрессия генов IL-4, IL-17 и IFN-γ значительно повышена в группе NPE по сравнению с группой ME и группой ложной операции (рис. 4) (P < 0,05). По сравнению с группой ложной операции, уровни экспрессии IL-4, IL-17 и IFN-γ в группе ME увеличились лишь незначительно и не достигли статистически значимого изменения (P > 0,05).
Уровень экспрессии мРНК IL-4, IL-17 и IFN-γ в группе NPE показал значительно более высокую тенденцию, чем в группе ложной операции и группе ME (P < 0,05).
Напротив, уровни экспрессии в группе ME не показали существенных различий (P>0,05).
Для подтверждения измененного характера экспрессии мРНК был проведен вестерн-блот-анализ с использованием коммерчески доступных антител к ИЛ-4 и ИЛ-17. Как показано на рисунках 5А,В, по сравнению с группой ME и группой ложной операции, уровни белков ИЛ-4 и ИЛ-17 в группе NPE были значительно повышены (P < 0,05). По сравнению с группой ложной операции, уровни белков ИЛ-4 и ИЛ-17 в группе ME также не достигли статистически значимых изменений (P > 0,05).
(A) Уровни белков IL-4 и IL-17 в группе NPE были значительно выше, чем в группе ME и группе плацебо (P < 0,05). (B) Гистограмма вестерн-блоттинга.
Из-за ограниченного количества образцов тканей человека, полученных во время хирургических операций, проведение четких и подробных исследований патогенеза МК затруднено. Мы попытались создать животную модель МК для изучения ее потенциальных патологических механизмов. Одновременно с этим, для отслеживания течения МК, индуцированного аутотрансплантатом пульпозного ядра, использовались радиологическая, гистологическая и молекулярно-биологическая оценки. В результате, модель имплантации пульпозного ядра показала постепенное изменение интенсивности сигнала в период с 12-й по 20-ю неделю (смешанный низкий сигнал в T1W-последовательностях и низкий сигнал в T2W-последовательностях), что указывает на изменения в тканях, а гистологическая и молекулярно-биологическая оценки подтвердили результаты радиологического исследования.
Результаты данного эксперимента показывают, что в группе с НПЭ в месте повреждения тела позвонка произошли визуальные и гистологические изменения. Одновременно наблюдалась экспрессия генов IL-4, IL-17 и IFN-γ, а также IL-4, IL-17 и IFN-γ, что указывает на то, что повреждение аутологичной ткани пульпозного ядра в теле позвонка может вызывать ряд сигнальных и морфологических изменений. Легко заметить, что сигнальные характеристики тел позвонков у животных (низкий сигнал в последовательности T1W, смешанный сигнал и низкий сигнал в последовательности T2W) очень похожи на характеристики клеток позвонков человека, а характеристики МРТ также подтверждают наблюдения гистологии и макроскопической анатомии, то есть изменения в клетках тела позвонка носят прогрессивный характер. Хотя воспалительная реакция, вызванная острой травмой, может появиться вскоре после пункции, результаты МРТ показали, что прогрессивно усиливающиеся изменения сигнала появились через 12 недель после пункции и сохранялись до 20 недель без каких-либо признаков восстановления или обратимости изменений на МРТ. Эти результаты свидетельствуют о том, что аутологичная пульпозная мембрана позвонка является надежным методом для создания прогрессирующей митральной регургитации у кроликов.
Данная модель пункции требует достаточных навыков, времени и хирургических усилий. В предварительных экспериментах рассечение или чрезмерная стимуляция паравертебральных связочных структур могут привести к образованию остеофитов позвонков. Следует соблюдать осторожность, чтобы не повредить или не раздражить соседние диски. Поскольку глубина проникновения должна контролироваться для получения стабильных и воспроизводимых результатов, мы вручную изготовили пробку, отрезав оболочку иглы длиной 3 мм. Использование этой пробки обеспечивает равномерную глубину сверления в теле позвонка. В предварительных экспериментах три хирурга-ортопеда, участвовавшие в операции, обнаружили, что иглы 16-го калибра удобнее в использовании, чем иглы 18-го калибра или другие методы. Чтобы избежать чрезмерного кровотечения во время сверления, удержание иглы в неподвижном состоянии в течение некоторого времени обеспечит более подходящее отверстие для введения, что предполагает возможность контроля определенной степени микроциркуляции таким образом.
Хотя многие исследования были посвящены МК, об этиологии и патогенезе МК известно немного25,26,27. На основе наших предыдущих исследований мы обнаружили, что аутоиммунитет играет ключевую роль в возникновении и развитии МК12. В этом исследовании изучалась количественная экспрессия ИЛ-4, ИЛ-17 и ИФН-γ, которые являются основными путями дифференцировки клеток CD4+ после антигенной стимуляции. В нашем исследовании, по сравнению с отрицательной группой, в группе NPE наблюдалась более высокая экспрессия ИЛ-4, ИЛ-17 и ИФН-γ, а также более высокие уровни белков ИЛ-4 и ИЛ-17.
В клинической практике экспрессия мРНК IL-17 повышена в клетках пульпозного ядра у пациентов с грыжей межпозвоночного диска28. Повышенные уровни экспрессии IL-4 и IFN-γ также были обнаружены в модели острой некомпрессионной грыжи межпозвоночного диска по сравнению со здоровыми контрольными группами29. IL-17 играет ключевую роль в воспалении и повреждении тканей при аутоиммунных заболеваниях30 и усиливает иммунный ответ на IFN-γ31. Усиленное повреждение тканей, опосредованное IL-17, было зарегистрировано у мышей MRL/lpr32 и мышей, предрасположенных к аутоиммунным заболеваниям33. IL-4 может ингибировать экспрессию провоспалительных цитокинов (таких как IL-1β и TNFα) и активацию макрофагов34. Было отмечено, что экспрессия мРНК IL-4 отличалась в группе NPE по сравнению с IL-17 и IFN-γ в тот же момент времени; экспрессия мРНК IFN-γ в группе NPE была значительно выше, чем в других группах. Таким образом, продукция ИФН-γ может выступать в качестве медиатора воспалительной реакции, вызванной интеркаляцией наночастиц. Исследования показали, что ИФН-γ продуцируется различными типами клеток, включая активированные Т-хелперы 1-го типа, естественные клетки-киллеры и макрофаги35,36, и является ключевым провоспалительным цитокином, способствующим иммунным реакциям37.
Данное исследование предполагает, что аутоиммунный ответ может быть вовлечен в возникновение и развитие МК. Луома и др. обнаружили, что характеристики сигнала МК и выступающего ПН на МРТ схожи, и оба показывают высокий сигнал в последовательности T2W38. Было подтверждено, что некоторые цитокины тесно связаны с возникновением МК, например, ИЛ-139. Ма и др. предположили, что выпячивание ПН вверх или вниз может оказывать большое влияние на возникновение и развитие МК12. Бобечко40 и Герцбейн и др.41 сообщили, что ПН является иммунотолерантной тканью, которая не может попасть в сосудистое кровообращение с рождения. Выпячивания ПН вводят инородные тела в кровоснабжение, тем самым вызывая местные аутоиммунные реакции42. Аутоиммунные реакции могут индуцировать большое количество иммунных факторов, и когда эти факторы постоянно воздействуют на ткани, они могут вызывать изменения в передаче сигналов43. В данном исследовании повышенная экспрессия ИЛ-4, ИЛ-17 и ИФН-γ является типичным иммунным фактором, что дополнительно подтверждает тесную связь между НП и МКС44. Эта животная модель хорошо имитирует прорыв НП и проникновение в концевую пластинку. Этот процесс дополнительно выявил влияние аутоиммунитета на МКС.
Как и ожидалось, эта животная модель предоставляет нам возможную платформу для изучения МЦ. Однако у этой модели все еще есть некоторые ограничения: во-первых, на этапе наблюдения за животными некоторых кроликов на промежуточных стадиях необходимо усыпить для гистологических и молекулярно-биологических исследований, поэтому некоторые животные со временем «выходят из строя». Во-вторых, хотя в этом исследовании установлены три временные точки, к сожалению, мы смоделировали только один тип МЦ (изменение типа I по Модику), поэтому этого недостаточно для представления процесса развития заболевания у человека, и необходимо установить больше временных точек, чтобы лучше наблюдать все изменения сигналов. В-третьих, изменения в структуре ткани действительно можно четко показать с помощью гистологического окрашивания, но некоторые специализированные методы могут лучше выявить микроструктурные изменения в этой модели. Например, поляризационная микроскопия использовалась для анализа образования фиброхряща в межпозвоночных дисках кроликов45. Долгосрочные эффекты НП на МЦ и замыкательную пластинку требуют дальнейшего изучения.
Пятьдесят четыре самца новозеландских белых кроликов (весом около 2,5-3 кг, возрастом 3-3,5 месяца) были случайным образом разделены на группу ложной операции, группу имплантации в мышцу (группа ME) и группу имплантации в нервный корешок (группа NPE). Все экспериментальные процедуры были одобрены Комитетом по этике Тяньцзиньской больницы, и экспериментальные методы проводились в строгом соответствии с утвержденными рекомендациями.
В хирургическую технику С. Собадзимы 46 были внесены некоторые улучшения. Каждого кролика укладывали на бок, и переднюю поверхность пяти последовательных поясничных межпозвоночных дисков (МПД) обнажали с помощью заднелатерального ретроперитонеального доступа. Каждому кролику проводили общую анестезию (20% уретан, 5 мл/кг через ушную вену). Выполняли продольный кожный разрез от нижнего края ребер до края таза, на 2 см вентральнее паравертебральных мышц. Правый переднелатеральный отдел позвоночника от L1 до L6 обнажали путем острого и тупого рассечения вышележащей подкожной ткани, ретроперитонеальной ткани и мышц (рис. 6А). Уровень диска определяли, используя край таза в качестве анатомического ориентира для уровня диска L5-L6. С помощью иглы 16-го калибра просверлите отверстие около замыкающей пластинки позвонка L5 на глубину 3 мм (рис. 6B). С помощью шприца объемом 5 мл аспирируйте аутологичный пульпозный центр межпозвоночного диска L1-L2 (рис. 6C). Удалите пульпозный центр или мышцу в соответствии с требованиями каждой группы. После углубления отверстия на глубокую фасцию, поверхностную фасцию и кожу накладывают рассасывающиеся швы, стараясь не повредить надкостницу тела позвонка во время операции.
(A) Диск L5–L6 обнажается заднелатеральным ретроперитонеальным доступом. (B) С помощью иглы 16-го калибра просверливается отверстие рядом с замыкающей пластинкой L5. (C) Проводится забор аутологичных миофибробластов.
Для общей анестезии использовали 20%-ный уретан (5 мл/кг), вводимый внутривенно через ухо, а рентгенограммы поясничного отдела позвоночника повторяли через 12, 16 и 20 недель после операции.
Кроликов умерщвляли внутримышечным введением кетамина (25,0 мг/кг) и внутривенным введением пентобарбитала натрия (1,2 г/кг) через 12, 16 и 20 недель после операции. Для гистологического анализа удаляли весь позвоночник, после чего проводили полномасштабное исследование. Для выявления изменений в иммунных факторах использовали количественную обратную транскрипцию (RT-qPCR) и вестерн-блоттинг.
МРТ-исследования кроликов проводились с использованием клинического магнита 3,0 Тл (GE Medical Systems, Флоренс, Южная Каролина), оснащенного ортогональным приемником катушки. Кроликов анестезировали 20%-ным уретаном (5 мл/кг) через ушную вену, а затем укладывали на спину в магнит, центрируя поясничный отдел на круглой поверхностной катушке диаметром 5 дюймов (GE Medical Systems). Для определения расположения поясничного диска от L3–L4 до L5–L6 получали корональные локализующие изображения с Т2-взвешиванием (TR, 1445 мс; TE, 37 мс). Сагиттальные срезы с Т2-взвешиванием получали со следующими настройками: быстрая последовательность спинового эха с временем повторения (TR) 2200 мс и временем эха (TE) 70 мс, матрица; поле зрения 260 и восемь стимулов; толщина среза 2 мм, зазор 0,2 мм.
После того, как была сделана последняя фотография и умерщвлен последний кролик, контрольные, мышечные и пульпозные диски были удалены для гистологического исследования. Ткани фиксировали в 10% нейтральном буферном формалине в течение 1 недели, декальцинировали этилендиаминтетрауксусной кислотой и разрезали на парафиновые срезы. Блоки тканей заливали парафином и разрезали на сагиттальные срезы (толщиной 5 мкм) с помощью микротома. Срезы окрашивали гематоксилином и эозином (H&E).
После сбора межпозвоночных дисков у кроликов из каждой группы, общая РНК была выделена с использованием колонки UNIQ-10 (Shanghai Sangon Biotechnology Co., Ltd., Китай) в соответствии с инструкциями производителя и системы обратной транскрипции ImProm II (Promega Inc., Мэдисон, Висконсин, США). Была проведена обратная транскрипция.
RT-qPCR проводили с использованием Prism 7300 (Applied Biosystems Inc., США) и SYBR Green Jump Start Taq ReadyMix (Sigma-Aldrich, Сент-Луис, Миссури, США) в соответствии с инструкциями производителя. Объем ПЦР-реакции составлял 20 мкл и содержал 1,5 мкл разбавленной кДНК и 0,2 мкМ каждого праймера. Праймеры были разработаны с помощью OligoPerfect Designer (Invitrogen, Валенсия, Калифорния) и изготовлены компанией Nanjing Golden Stewart Biotechnology Co., Ltd. (Китай) (таблица 1). Использовались следующие условия термоциклирования: начальный этап активации полимеразы при 94°C в течение 2 мин, затем 40 циклов по 15 с каждый при 94°C для денатурации матрицы, отжига в течение 1 мин при 60°C, элонгации и измерения флуоресценции в течение 1 мин при 72°C. Все образцы амплифицировали трижды, и для анализа методом ОТ-ПЦР использовали среднее значение. Данные амплификации анализировали с помощью FlexStation 3 (Molecular Devices, Саннивейл, Калифорния, США). Экспрессию генов IL-4, IL-17 и IFN-γ нормализовали относительно эндогенного контроля (ACTB). Относительные уровни экспрессии целевой мРНК рассчитывали с использованием метода 2-ΔΔCT.
Общий белок экстрагировали из тканей с помощью гомогенизатора тканей в лизисном буфере RIPA (содержащем коктейль ингибиторов протеаз и фосфатаз), а затем центрифугировали при 13 000 об/мин в течение 20 мин при 4°C для удаления тканевых обломков. На каждую дорожку загружали 50 мкг белка, разделяли методом 10% SDS-PAGE, а затем переносили на PVDF-мембрану. Блокирование проводили в 5% обезжиренном сухом молоке в трис-буферном физиологическом растворе (TBS), содержащем 0,1% Tween 20, в течение 1 ч при комнатной температуре. Мембрану инкубировали с первичными антителами кролика против декорина (разведение 1:200; Boster, Ухань, Китай) (разведение 1:200; Bioss, Пекин, Китай) в течение ночи при 4°C и повторно на второй день; В ходе эксперимента использовали вторичные антитела (козьи антитела к кроличьему иммуноглобулину G в разведении 1:40 000) в сочетании с пероксидазой хрена (Boster, Ухань, Китай) в течение 1 часа при комнатной температуре. Сигналы вестерн-блота детектировали по усилению хемилюминесценции на хемилюминесцентной мембране после рентгеновского облучения. Для денситометрического анализа блоты сканировали и количественно оценивали с помощью программного обеспечения BandScan, а результаты выражали в виде отношения иммунореактивности целевого гена к иммунореактивности тубулина.
Статистические расчеты проводились с использованием программного пакета SPSS 16.0 (SPSS, США). Собранные в ходе исследования данные представлены в виде среднего значения ± стандартное отклонение (среднее значение ± SD) и анализировались с помощью однофакторного дисперсионного анализа с повторными измерениями (ANOVA) для определения различий между двумя группами. Значение P < 0,05 считалось статистически значимым.
Таким образом, создание животной модели МК путем имплантации аутологичных наночастиц в тело позвонка и проведения макроанатомического наблюдения, МРТ-анализа, гистологической оценки и молекулярно-биологического анализа может стать важным инструментом для оценки и понимания механизмов человеческого МК и разработки новых терапевтических вмешательств.
Как цитировать эту статью: Han, C. et al. An animal model of Modic changes was established by implanting autologous nucleus pulposus into the subchondral bone of the lumbar spine. Sci. Rep. 6, 35102: 10.1038/srep35102 (2016).
Вейшаупт, Д., Занетти, М., Ходлер, Дж., и Бус, Н. Магнитно-резонансная томография поясничного отдела позвоночника: распространенность грыжи и задержки межпозвоночного диска, компрессии нервных кореней, аномалий замыкающих пластин и остеоартроза фасеточных суставов у бессимптомных добровольцев. Radiology 209, 661–666, doi:10.1148/radiology.209.3.9844656 (1998).
Кьер, П., Корсхольм, Л., Бендикс, Т., Соренсен, Дж. С., и Лебёф-Эд, К. Изменения Модика и их связь с клиническими данными. European Spine Journal: официальное издание Европейского общества позвоночника, Европейского общества деформаций позвоночника и Европейского общества исследований шейного отдела позвоночника 15, 1312–1319, doi: 10.1007/s00586-006-0185-x (2006).
Куисма, М. и др. Модические изменения в замыкающих пластинках поясничных позвонков: распространенность и связь с болями в пояснице и ишиасом у мужчин среднего возраста, работающих на производстве. Spine 32, 1116–1122, doi:10.1097/01.brs.0000261561.12944.ff (2007).
де Роос, А., Крессель, Х., Спритцер, К., и Далинка, М. МРТ изменений костного мозга вблизи замыкательной пластинки при дегенеративных заболеваниях поясничного отдела позвоночника. AJR. Американский журнал радиологии 149, 531–534, doi: 10.2214/ajr.149.3.531 (1987).
Модич, М.Т., Штейнберг, П.М., Росс, Дж.С., Масарик, Т.Дж., и Картер, Дж.Р. Дегенеративное заболевание межпозвоночных дисков: оценка изменений костного мозга позвонков с помощью МРТ. Радиология 166, 193–199, doi:10.1148/radiology.166.1.3336678 (1988).
Модич, М.Т., Масарик, Т.Дж., Росс, Дж.С., и Картер, Дж.Р. Визуализация дегенеративных заболеваний межпозвоночных дисков. Радиология 168, 177–186, doi: 10.1148/radiology.168.1.3289089 (1988).
Йенсен, Т.С. и др. Предикторы изменений сигнала неовертебральной замыкающей пластинки (Модик) в общей популяции. European Spine Journal: Официальное издание Европейского общества позвоночника, Европейского общества деформаций позвоночника и Европейского общества исследований шейного отдела позвоночника, Отдел 19, 129–135, doi: 10.1007/s00586-009-1184-5 (2010).
Альберт, Х.Б. и Манниш, К. Изменения Модика после грыжи поясничного диска. European Spine Journal: Официальное издание Европейского общества позвоночника, Европейского общества деформаций позвоночника и Европейского общества исследований шейного отдела позвоночника 16, 977–982, doi: 10.1007/s00586-007-0336-8 (2007).
Керттула, Л., Луома, К., Вехмас, Т., Гронблад, М., и Каапа, Э. Изменения типа I по Модику могут предсказывать быстро прогрессирующую деформационную дегенерацию межпозвоночных дисков: проспективное исследование продолжительностью 1 год. European Spine Journal 21, 1135–1142, doi: 10.1007/s00586-012-2147-9 (2012).
Ху, З.Дж., Чжао, Ф.Д., Фан, С.К. и Фан, С.В. Изменения Модика: возможные причины и вклад в дегенерацию поясничных дисков. Медицинские гипотезы 73, 930–932, doi: 10.1016/j.mehy.2009.06.038 (2009).
Крок, Х.В. Внутренний разрыв межпозвоночного диска. Проблемы пролапса диска за 50 лет. Позвоночник (Филадельфия, Пенсильвания, 1976) 11, 650–653 (1986).
Дата публикации: 13 декабря 2024 г.